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目的膜片钳技术是研究离子通道的"金标准",该技术广泛应用于研究离子通道门控动力学、生理功能、药理学特性及结构与功能关系等方面。原代大鼠海马神经元是一种在离体水平上研究神经元电生理活动的重要细胞模型。而状态优良的原代大鼠海马神经元是膜片钳实验成功的重要先决条件,其对膜片钳记录中的封接和破膜极其重要。因此,建立一种适用于膜片钳实验的原代大鼠海马神经元培养方法是亟需解决的重要问题。本文通过对比不同文献报道的原代大鼠海马神经元培养方法,并结合膜片钳实验的特殊需求探讨细胞的接种密度,阿糖胞苷的用量,换液时间及方法对细胞状态的影响,以寻找更适合于膜片钳实验的细胞培养方案。材料与方法:取12h内新生的Wistar乳鼠12只,于解剖显微镜下,分离海马组织,并用DMEM培养基替代传统解剖液,经消化、终止、吹打后分散为单细胞悬液。用培养基对少量细胞悬液稀释,用台盼蓝染色以观察细胞存活率,并采用细胞计数板计数。按照接种密度的不同将细胞悬液稀释为3组,浓度分别为13×105/ml、37×105/ml和710×105/ml,接种于多聚赖氨酸包被的35mm塑料培养皿中,每组接种4皿。后置于37℃,5%CO2培养箱内培养,各组其中2皿约3h后更换培养基,另外2皿24h后更换培养基,换液方法为将种植液全部吸掉,加入约2ml饲养液。为抑制胶质细胞的过度增殖,在培养的第2d向培养基中加入适量阿糖胞苷（每皿中加阿糖胞苷储备液,终浓度分别为12μg/ml和35μg/ml）,作用24h后半量换液。半量换液方法为先将所有的培养基吸入至离心管中,离心;用少量的饲养液洗去细胞表面的细胞碎片,之后加入1ml饲养液,再加入离心后收集的培养基约1ml,混匀。之后每周半量换液2次,换液方法同前。培养至7d即可进行膜片钳实验,也可根据实验需求适当的延长培养天数。在全细胞膜片钳实验中,先将细胞外液至于37℃温箱内,再将培养基更换为细胞外液,细胞经封接、破膜后可进行全细胞电流或电压的记录。结果接种密度在37×105/ml,换液时间在接种后3h、阿糖胞苷的用量12μg/ml之间的原代大鼠海马神经元细胞生长状态优良,神经元突起可交织成网状,胞体表面洁净、光滑,折光性强。该方法培养下的原代大鼠海马神经元能够更好地封接、破膜,满足膜片钳实验对于细胞质量较高的要求。结论细胞的接种密度、阿糖胞苷用量、换液的时间及换液方法对原代大鼠海马神经元的培养起关键作用,可影响后期膜片钳实验的结果。