抗生素在医疗和畜牧养殖业中的长期过度使用导致了其在污水厂、自然水体、土壤等环境中的高水平残留,由此所导致的污染问题已对人类健康和生态系统构成了巨大威胁。为了从源头减少抗生素过度使用,采用细菌对抗生素敏感分析结果作为抗生素合理使用的有效指导,能够为环境健康与安全提供保障。传统抗生素敏感性分析方法只针对细菌的一种状态——游离态进行检测,而且分析耗时长。传统方法对于低浓度游离态细菌及生物膜的抗生素敏感性分析均缺乏检测手段。本研究利用微流控技术能够在微尺度下为连续流体提供原位检测的优势,开展对超低密度游离态细菌进行免标记计数,建立以连续流培养方式对低密度游离态细菌培养并用于抗生素敏感性分析的一体化微流控系统,通过精确控制培养条件对低初始浓度微生物生物膜进行培养并对亚微升级生物膜的生长状态进行原位免标记检测。本研究为快速检测抗生素敏感性提供了有效的平台,并对微米尺度的生物膜污染研究奠定了基础。为解决抗生素敏感分析中待测细菌样品浓度低、样品量少导致的难以检测问题,研发了电极与检测电路高度集成的电容耦合非接触电导检测器件,并优化了激励电极、屏蔽电极和检测电极的间距,讨论了不同激励频率下的信噪比,测试了检测器在不同缓冲液下的线性关系和检出限。良好的性能实现对104～106cells/m L浓度下大肠杆菌的单细胞计数分析。为保证装置的普遍适用性,针对高浓度细菌的快速检测,通过优化细菌背景溶液盐度,采用19 mg/L磷酸缓冲盐溶液（PBS）作为背景溶液实现了对106～108cells/m L大肠杆菌的浓度检测。大肠杆菌经激发频率为60～120 k Hz的电检测后,采用流式细胞仪分析细菌存活率,结果表明电检测后细菌存活率不受影响,存活率高于96%。采用此方法对浓度为104～108cells/m L细菌进行检测,样品用量仅需50μL。为解决细菌低初始浓度下抗生素敏感性检测周期长的问题,研发了集快速培养与动态监测于一体的微流控系统。设计并制作了三维微流控芯片,芯片由上层通道层、中间培养室层、下层气路层组成。采用此芯片对游离态细菌在微尺度下以连续流培养方式进行快速培养,并利用同时形成的6种抗生素浓度梯度,检测阿莫西林对大肠杆菌的最小抑制浓度。通道层不仅为培养室提供连续流培养基,同时混合通道的特殊结构可用于实现抗生素浓度梯度形成,通过在通道中设计70μm×100μm菱形微阵列结构促进混合效果,将混合通道长度缩短至9 mm,混合效果通过COMSOL软件进行模拟,模拟结果与荧光素实验的验证结果保持一致。直径为1.0 mm、深度为1.2 mm的单个培养室与上层通道构成凸缘结构,最大限度地避免了细菌在连续流培养过程中受剪切力的影响。气路层由36个阵列组成,对应置于培养室底部,每个阵列由25条宽度15μm深度5μm通道组成。利用优化后的三维芯片,以连续流培养方式实现了大肠杆菌在微尺度下的培养,生长曲线结果表明延迟时间缩短至0.06 h,说明细菌对微尺度环境适应速度更快。在此基础上,实验定量分析了阿莫西林对大肠杆菌的抑制作用,在低样品浓度条件下,6 h内测定了阿莫西林对大肠杆菌的最小抑制浓度。为解决细菌生物膜形成初期观测难的问题,研发了集快速培养生物膜与原位检测于一体的微流控系统,并对生物膜形成初期受剪切力影响、抗生素胁迫的生长特性进行研究。设计并制作了12 mm2的培养室,培养室内设置54μm×40μm微柱阵列。采用此芯片可以促进细菌在微尺度下快速形成生物膜,并实现对生物膜的原位观察与表征。连续流动的培养基可以带走游离态的细菌,微柱阵列能够降低液体的平均速度,避免流动的培养基对细菌产生直接的冲击。研究表明培养基剪切速率大于83.3 s-1时,随着连续流流速的提高,生物膜形成的速度会逐步加快;大肠杆菌生物膜形成过程中,培养的不同时期（1 h、3 h、5 h、7 h后）暴露于相同浓度的阿莫西林,能够加速生物膜的生长,对阿莫西林耐受程度增强。此外,研究了活性污泥中混合细菌在微尺度下形成生物膜的特性,实验表明,混合菌更易形成生物膜,并且对阿莫西林完全不敏感。