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目的:低氧相关的代谢重编程具有调节免疫细胞和非免疫细胞生物学功能的作用,继而影响免疫应答的类型和强度。树突状细胞（Dendritic cells,DC）作为连接固有免疫和适应性免疫的桥梁,对炎症的发生、发展甚至转归起着至关重要的作用。DC的调控作用不仅体现在抗原提呈作用,还可引发针对T细胞的抑制效应,比如通过吲哚胺2,3-双加氧酶（Indoelamine 2,3-dioxygenase,IDO）负向调控T细胞反应。在炎症过程中,单核细胞常迁移到组织中分化为炎症性DC,随着炎症的进展,炎症部位的氧含量将会大大消耗,导致炎症部位的低氧状态。低氧状态对单核源性DC分化以及功能成熟活化的影响、DC合成IDO的影响及相关分子机制目前尚不清楚。本文探讨了低氧对单核来源DC的分化成熟的影响,并进一步从DC角度,探讨了低氧对免疫负调分子IDO产生的作用与机制。方法:收集志愿者外周血,通过免疫磁珠技术纯化CD14+单核细胞。用GM-CSF和IL-4体外刺激单核细胞7天,期间给予两种低氧条件培养,分别是2%O2 5天-1%O22天或梯度低氧[9%（3天）-5%（2天）-2%（1天）-1%（天）O2]以模拟血液循环系统和组织中的低氧环境,正常氧含量（21%O2）培养条件为对照。在合适的时间点,提取各组DC的总RNA,q PCR对比分析IDO m RNA的表达;通过流式细胞术检测各组DC的表型。在孵育DC的过程中,添加特定的si RNA干扰低氧诱导因子1α（Hypoxia-inducible factor,HIF-1 alpha,HIF-1?）的表达,观察HIF-1α介导的通路是否参与调控IDO的合成。在探讨低氧是否通过调控腺苷受体影响DC产生IDO,首先在DC培养过程中,动态检测腺苷受体的表达情况,然后相应添加腺苷受体A2b R或A3R的抑制剂或A2a R激动剂,检测阻断或者激活腺苷受体信号对IDO合成的影响,同时检测DC表面分子的表达水平,以评价腺苷受体是否参与对DC合成IDO的调控。进一步在micro RNA水平,探讨低氧影响DC产生IDO或者表达腺苷受体的作用。提取不同氧含量培养的DC的总RNA,高通量芯片检测并分析micro RNA表达谱,筛选低氧诱导差异表达的micro RNA,并评判其表达是否受HIF通路调控。将筛选的差异表达micro RNA转染到DC,高通量芯片检测并分析m RNA转录表达谱,并进一步实施差异基因的GO富集分析以及KEGG富集分析。最后,通过转染关键的micro RNA及其抑制剂,检测对DC表达IDO和A3R的影响。结果:在单核细胞向DC分化的过程中,低氧可上调IDO m RNA在DC中的表达,且表现出氧浓度依赖模式,其中最低氧浓度（1%O2）表现为最强的刺激IDO效应。此外,与正常氧条件下培养的DC相比,低氧条件下培养的DC显著上调MHC-II、CD86和CD54分子的表达,而CD40和CD83的表达明显受到抑制;低氧条件下如果阻断DC合成IDO,则可逆转MHC-II、CD86、CD54和CD274的表达上调,并进一步下调CD40和CD83的表达,说明IDO参与调控DC表型的改变。培养过程中添加针对HIF-1α的si RNA,可显著抑制正常氧条件下培养DC的IDO m RNA的表达,抑制率接近50%,但其在低氧条件下对IDO的调控并不明显,提示低氧诱导的IDO的上调并不依赖HIF-α信号通路。另外,在低氧条件下,DC腺苷受体包括A1R、A2a、A2b R和A3R表达上调,阻断A3R可显著抑制单核源性DC IDO的生成,阻断A2b R可显著促进单核源性DC IDO的产生,刺激A2a R则对单核源性DC IDO的产生无明显影响。我们还发现A3R抑制剂可逆转CD86、MHC-II、CD54和CD274分子的表达上调,但对CD40和CD83在DC上的表达无影响。通过对低氧DC micro RNA的表达谱学分析及q PCR验证,发现mi R-210上调最为明显且不依赖HIF-1通路。通过DC的转录组学分析、差异基因的GO/KEGG富集分析,提示mi R-210是低氧调控DC生物学功能中的关键micro RNA。转染mi R-210虽能上调DC的IDO和A3R m RNA表达水平,但IDO1、IDO2和A3R并非mi R-210直接调控的靶基因。结论:在DC的分化过程中,低氧通过A3R介导的信号通路调控单核源性DC合成IDO,而IDO调控DC表型的改变。其分子机制是低氧能够改变DC的micro RNA表达,其中低氧诱导mi R-210表达上调参与了低氧影响DC的大部分生物学功能的改变。尽管mi R-210不直接靶向IDO和A3R,但通过间接机制上调DC表达IDO和A3R。该研究结果为腺苷受体和IDO激动剂或拮抗剂的临床应用提供理论基础。