【目的】本研究通过酵母菌制剂的保存稳定性测定、培养条件优化和毒理学研究，为该制剂的生产制备和临床应用提供相关理论依据。【方法】1.保存稳定性试验：将不同配方的酵母菌制剂及其同期对照组放入4℃冰箱内，选取三种不同配方的酵母菌制剂分为试验组1、2和3。试验为期360d，每30d取样一次，采用稀释平板法进行活酵母菌计数，测定酵母菌制剂的保存稳定性。2.培养条件优化：在单因素（装液量、初始pH、接种量、培养温度、转速和培养时间）试验的基础上，根据Box-Behnken中心组合试验设计原理，以初始pH、培养温度和装液量为试验因素，活酵母菌数为响应值，采用三因素三水平的响应面法，进行回归模型分析。3.毒理学研究（1）对小鼠的急性毒性试验：将70只清洁级昆明系小鼠随机分为7组（雌、雄各半，禁食不禁水12h），一次灌胃给药剂量分别为2.5×105、5.0×105、2.5×106、5.0×106、2.5×107、5.0×107CFU/g和生理盐水对照组，连续观察7d，详细记录小鼠的毒性反应情况和死亡情况；（2）对大鼠的亚慢性毒性试验：将清洁级Wistar系大鼠100只随机分为5组（雌、雄各半），即低、中、高剂量、同类产品和生理盐水对照组，给药剂量分别为5.0×105、2.5×106、5.0×106和2.0×106CFU/（g﹒d）。每天空腹灌胃1次，连续30d。每5d空腹称重1次，并按体重变化调整给药剂量。观察并记录大鼠的一般指标，定期（10d）检测饲料利用率、血液常规指标、血液生化指标、脏器系数和组织病理学。【结果】1.将不同配方的酵母菌制剂及其同期对照组于4℃保存360d后，在相同时间内，所有试验组的活酵母菌数减少率比对照组的低；与90~360d相比，在0~90d内所有试验组和对照组的活酵母菌数减少率均偏高。在第30、90、180和360d时，试验组1酵母菌存活率分别为76.27%、28.64%、20.85%和11.10%，试验组2酵母菌存活率分别为106.25%、13.63%、121.25%和101.88%，试验组3酵母菌存活率分别为126.37%、90.11%、69.78%和56.04%。2.通过回归分析得出酵母菌制剂的最佳培养条件：初始pH为6.00，培养温度为22.30℃，装液量为100.00mL；在此条件下，活酵母菌数预测值为2.89×108CFU/mL，验证值为3.00×108CFU/mL。3.（1）对小鼠的急性毒性试验：小鼠精神、食欲和毛色正常，未出现中毒和死亡现象。因受给药浓度和体积的限制，未测出酵母菌制剂的LD50；从体重增重率和脏器系数来看，各组间无显著差异（P>0.05）。（2）对大鼠的亚慢性毒性试验：①各组大鼠均无中毒症状，毛色正常，活动自如，排泄物无异常，正常采食，无异常行为，并未出现死亡。②第11d时，低剂量和同类产品组的饲料利用率显著高于对照组（P<0.05）。第31d时，低和中剂量组的饲料利用率显著高于对照组（P<0.05）。试验期间，所有试验组的饲料利用率均高于对照组。③各试验期各组间动物的血液常规各指标值差异均不显著（P>0.05）。④第21d时，高剂量组的UREA显著低于对照组、同类产品和低剂量组（P<0.05）。第31d时，同类产品组的UREA显著低于高剂量组（P<0.05）；中和高剂量组的TG均显著低于对照组（P<0.05）。试验期间，其他各项指标各组间的差异均不显著（P>0.05）。⑤心脏、肝脏、脾脏、肺脏和肾脏色泽均匀正常，无肿胀及包块。第1、11和31d时，各组间动物的脏器系数差异均不显著（P>0.05）。第21d时，同类产品、高和中剂量组的肾脏系数均显著高于对照组（P<0.05），低剂量组也高于对照组（P>0.05）。⑥与第21和31d对照组的心脏、肝脏、脾脏、肺脏和肾脏组织相比，同期高、中、低剂量组和同类产品组的脏器组织无明显病理变化。【结论】1.酵母菌制剂试验组2和3的保存稳定性良好，4℃条件下保存期可达到180天以上。2.采用响应面法优化酵母菌制剂培养条件，最适条件：初始pH为6.00，培养温度为22.30℃，装液量为100.00mL。3.在一定剂量使用范围内，急性毒性和亚慢性毒性试验表明酵母菌制剂为无毒性，临床使用安全可靠。